一、消化与吹打
版上很多朋友讨论细胞培养问题，见到很多很好的经验总结，这里说一些我个人的经验，因为一些比较特殊的原因，我自己培养接触过近300种细胞，常用于做实验的，累积有百余种，可以说遇到过许多各式各样古怪的细胞。这里挑细胞消化开始做我的**篇专题，并不是因为细胞消化**重要，而是近期看到大家频繁讨论这个话题，我就抛砖引玉，下面几点拙见，可能与其它朋友总结的一些经验有点出入，仅供大家参考。
许多同学对细胞消化做了许多研究，得出了很多有价值的经验，也见到很多人的困惑。其实细胞培养，尤其是细胞系的培养，就消化而言，不是太难，做得多了，善于总结经验，就能把细胞越养越好。一般的程序步骤，细节操作，我这里就不讲了，只讲一些基本操作背后的知识，如果不对之处，欢迎指正，一起讨论：
1，其实jue大部分细胞消化的时候是只要用胰酶润洗一遍即可，吸去胰酶后，残留的那些无法计算体积的附着在细胞表面的微量胰酶在37度一般不到2min足够消化细胞（jue大部分1min不到）。对于这些细胞原则上不要用胰酶孵育细胞，连续这样传代，对细胞伤害很大。简单的程序是PBS润洗吸去，胰酶润洗吸去，然后37度消化。
2，什么算是消化好了呢？不是细胞全部成间隔分布很离散的单个圆形才算消化好了，一般你肉眼观察贴壁细胞层，只要能移动了，多半呈沙壮移动，其实已经可以了，很多人喜欢把细胞消化或者吹打成完全分离细胞，这是没有必要的。一般能移动了，说明细胞与培养基质材料的附着已经消失了，细胞之间的附着也已经消失了，细胞已经独立分布了（虽然没有呈现很广的离散分布）。这个时候应该停止消化，不要等到看到镜下所有细胞都分离得非常好，间隙很大，才停止。细胞就是完全成单个细胞悬液，之后在贴壁的过程中仍然会聚集，这个是贴壁培养的细胞，尤其是肿瘤细胞的一个特性，无论死活的细胞都是如此，你可以尝试，准备100%的单个细胞悬液，贴壁后观察细胞，仍然是几个几个细胞聚集在一起。一些悬浮培养细胞也是如此，容易聚集，不要去尝试过几个小时就拿出来吹打成单细胞悬液（不要笑，这个是初养悬浮细胞的人常犯的错误，以为悬浮培养就是一个一个分开）。细胞只要能从基质上脱离下来，这个时候即使是成片的（比如Calu-3细胞），吹打不超过20次后（一般10次即可），成小规模聚集（10个细胞左右），是正常的，不要试图再去延长消化时间，或者象有的同学那样吹打1h，等待单细胞悬液出现。
3，另一个帖子里提到一个比较复杂的四步消化法，这个挺有意思，我也是**次听说，应该是网友自己发展出来的方法，很有参考价值。但我估计这个方法可能对付少数非常怪异的细胞才需要这么复杂的程序。我目前养过的近300株细胞里面，还没遇到这么怪异的。比如Caco2其实是很好消化的细胞，不需要胰酶孵育即可，只是有点成片分布。不要以为成片分布是自己没养好，这个视细胞而定。如果和标准形态不一致，那可能是自己没消化好导致的，但如果消化方法正确，仍然成片分布，甚**完全吹打成单细胞悬液，贴壁后仍然成片分布，这是细胞的特性，是因为贴壁过程中重新聚集了。这个时候你拼了命要去让它均匀分布，你的细胞之后会对你越来越不好。
4，比较难消化的细胞（润洗方法5min还不能消化），就以colon cancer为例，比如HCT15, LS411和KM12，这样的细胞一般需要用少量胰酶孵育，但也不需要很多，一般100 mm dish，一次**多加入500ul，就足够了，一般我加300ul。即使这样难消化的细胞，一般不超过5min，即可见细胞成片移动，就应该停止消化。一些正常细胞也会有难消化的时候，比如tsDC细胞，但也只要用少量胰酶孵育，3min左右即可看到成片沙状移动。
5，常规的细胞实验（增殖，凋亡，迁移，分化之类的），受消化影响不是很大，如果不用胰酶去孵育而使用润洗的方法消化的话（难消化细胞例外）。但少数实验，比如病毒包装，对细胞代数，对细胞状态要求极高。这个时候，胰酶消化，就是润洗，都会对细胞包装病毒的能力有影响，传代次数一多，细胞包装能力就会逐渐下降（当然也有其它因素影响包装效率）。这个时候都不用胰酶消化，用一些盐溶液（不是EDTA液）即可。这些盐溶液通过影响ECM相关酶的活性，来使得细胞脱离基质附着表面，但不切割任何蛋白。
6，EDTA的作用。许多人不用胰酶，只用EDTA，或者用trypsin/EDTA联合作用。这里要明白，trypsin切割ECM的一些负责粘连和附着的蛋白，而EDTA通过螯合Ca离子，作用于Integrin的活性，所以EDTA的作用更加温和。有的人在trypsin里添加一些EDTA，或者对付特别难消化的细胞，添加多一些EDTA，就是这个道理。一般不要试图延长消化时间（如果10min还消化不彻底的话），而应该想其它办法。
7，PBS洗涤。消化之前用PBS洗涤，是常见的操作，因为Serum含有抑制trypsin的蛋白。但这里面也有学问可以讲，对于一些难消化细胞，那么可以配制不含Ca，Mg离子的PBS，因为这些离子也会抑制trypsin的活性。但对于jue大部分胰酶或者EDTA溶液润洗即可消化的细胞，不需要配制如此溶液。
总结下来，虽然这个帖子是关于消化的，但其实消化并不是细胞培养的关键所在（虽然很重要），关键所在是#p#分页标题#e#细胞来源，血清质量和水源（自己配制溶液的话）。我看到版上许多人养细胞遇到各种各样的问题，很多时候bottleneck没有找到，虽然通过其它方法有所改善，但仍然是事倍功半。因为人们往往注意自己的操作，总觉得自己没有经验，而忽视试剂，溶液尤其是细胞的质量，后者其实才是许多细胞培养实验室常见的问题。
从**基础的地方教起，一步一步详细介绍细胞培养技术，非常好的开门教程
常用设备
准备室的设备：单蒸馏水蒸馏器、双蒸馏水蒸馏器、酸缸、烤箱、高压锅、储品柜（放置未消毒物品）、储品柜（放置消毒过的物品）、包装台。
配液室的设备：扭力天平和电子天平（称量药品）、PH计（测量培养用液PH值）、磁力搅拌器（配置溶液室搅拌溶液）。
培养室的设备：液氮罐、储品柜（存放杂物）、日光灯和紫外灯、空气净化器系统、低温冰箱（-80℃）、空调、二氧化碳缸瓶、边台（书写实验记录）。
必须放在无菌间的设备：离心机（收集细胞）、超净工作台、倒置显微镜、CO₂孵箱（孵育培养物）、水浴锅、三氧消毒杀菌机、4℃冰箱（放置serum和培养用液）。
无菌操作
无菌室的灭菌：
定期打扫无菌室：每周打扫一次，先用自来水拖地、擦桌子、超净工作台等，然后用3‰来苏尔或者新洁尔灭或者0.5％过氧乙酸擦拭。
CO₂孵箱（培养箱）灭菌：先用3‰新洁尔灭擦拭，然后用75％酒精擦拭或者0.5％过氧乙酸，再用紫外灯照射
实验前灭菌：打开紫外灯、三氧杀菌机、空气净化器系统各20-30分钟
实验后灭菌：用75％酒精（3‰新洁尔灭）擦拭超净台、边台、倒置显微镜的载物台。
实验人员的无菌准备：
肥皂洗手。
穿好隔离衣、带好隔离帽、口罩、放好拖鞋
用75％酒精棉球擦净双手。
无菌操作的演示：
凡是带入超净工作台内的酒精、PBS、培养基、胰蛋白酶的瓶子均要用75％酒精擦拭瓶子的外表面
靠近酒精灯火焰操作。
器皿使用前必须过火灭菌
继续使用的器皿（如瓶盖、滴管）要放在高处，使用时仍要过火。
各种操作要靠近酒精灯，动作要轻、准确，不能乱碰。如吸管不能碰到废液缸。
吸取两种以上的使用液时要注意更换吸管，防止交叉污染。
器械的清洗和消毒
玻璃器械洗消：
一、新的玻璃器皿的洗消：
自来水刷洗，除去灰尘。
烘干、泡盐酸：烤箱中烘干，然后再浸入5％稀盐酸中12小时以除去脏物、铅、砷等物。
刷洗、烘干：12小时后立即用自来水冲洗，再用洗涤剂刷洗，自来水冲干净后用烤箱烘干。
泡酸、清洗：用清洁液（重铬酸钾120g：浓硫酸200ml：蒸馏水1000ml）浸泡12小时，然后从酸缸内捞出器皿用自来水冲洗15次，**后蒸馏水冲洗3-5次和用双蒸水过3次。
烘干、包装：洗干净后先烘干，然后用牛皮纸（油光纸）包装。
高压消毒：包装好的器皿装入高压锅内盖好盖子，打开开关和安全阀，当蒸气成直线上升时，关闭安全阀，当指针指向15磅时，维持20-30分钟。
高压消毒后烘干
二、旧的玻璃器皿的洗消：
刷洗、烘干：使用过的玻璃器皿可直接泡入来苏尔液或洗涤剂溶液中，泡过来苏尔溶液（洗涤剂）的器皿要用清水刷洗干净，然后烘干。
泡酸、清洗：烘干后泡入清洁液（酸液），12小时后从酸缸内捞出器皿立即用自来水冲洗（避免蛋白质干涸后粘附于玻璃上难以清洗），再用蒸馏水冲洗3次。
烘干、包装：洗干净的器皿烘干后取出用牛皮纸（油光纸）等包装，以便于消毒储存及防止灰尘和再次被污染。
高压消毒：包装好的器皿装入高压锅内，盖好盖子，打开开关和安全阀，随着温度的上升安全阀冒出蒸气，当蒸气成直线冒出#p#分页标题#e#3-5分钟后，关闭安全阀，气压表指数随之上升，当指针指向15磅时，调节电开关维持20-30分钟即可。（玻璃培养瓶消毒前可将胶帽轻轻盖上）
烘干备用：因为高压消毒后器皿会被蒸气打湿，所以要放入烤箱内烘干备用。
金属器械洗消：
金属器皿不能泡酸，洗消时可先用洗涤剂刷洗，后用自来水冲干净，然后用75％酒精擦拭，再用自来水，然后用蒸馏水冲洗，再烘干或空气中晾干。放入铝制盒内包装好在高压锅内15磅高压（30分钟）消毒，再烘干备用。
橡胶和塑料：
橡胶和制品通常处理方法是：先用洗涤剂洗刷干净，再分别用自来水和蒸馏水冲干净，再用烤箱烘干，然后根据不同品质进行如下的处理程序：
针式滤器帽不能泡酸液,用NaOH泡6-12小时,或者煮沸20分钟,在包装之前要装好滤膜两张，安装滤膜时注意光面朝上(凹向上)，然后将螺旋稍微拧松一些，放入铝盒中在高压锅内15磅30分钟消毒，再烘干备用。注意在超净台内取出使用时应该立即将螺旋旋紧。
胶塞烘干后用2％氢氧化钠溶液煮沸30分钟（用过的胶塞只要用沸水处理30分钟），自来水洗净，烘干。然后再泡入盐酸液30分钟，再用自来水，蒸馏水，三蒸水洗净，烘干。**后装入铝盒内高压消毒，烘干备用。
胶帽，离心管帽烘干后只能在2％氢氧化钠溶液中浸泡6-12小时（切记时间不能过长），自来水洗净，烘干。然后再泡入盐酸液30分钟，再用自来水，蒸馏水，三蒸水洗净，烘干。**后装入铝盒内高压消毒，烘干备用。
胶头可用75％酒精浸泡5分钟，然后紫外照射后使用即可。
塑料培养瓶，培养板，冻存管：
其他消毒方法：
有的物品既不能干燥消毒，又不能蒸气消毒，可用70％酒精浸泡消毒。塑料培养皿打开盖子，放在超净台台面上，直接暴露在紫外线下消毒。也可用氧化乙烯消毒塑料制品，消毒后需要用2—3周时间洗除残留的氧化乙烯。用20000—100000rad的r射线消毒塑料制品效果**好。为了防止清洗器材已消毒与末消毒发生混淆，可在纸包装后，用密写墨水作好标记。其法即用沾水笔或毛笔沾以密写墨水，在包装纸上作一记号，平时__这种墨水不带痕迹，一经高温，即出现字迹，从而可以判定它们是否消毒。密写墨水的配制：氯化钻(CoC₁₂•6H₂O)2g，30％盐酸10m1，蒸馏水88m1。
注意事项：
严格执行高压锅的操作规程：高压消毒时，先检查锅内是否有蒸馏水，以防高压时烧干，水不能过多因为其将使空气流畅受阻，会降低高压消毒效果。检查安全阀是否通畅，以防高压时爆炸。
安装滤膜时注意光面朝上：注意滤膜光滑一面是正面，要朝上，否则起不到过滤的作用。
注意人体的防护和器皿的完全浸泡：A.泡酸时要戴耐酸手套，防止酸液溅起伤害人体。B.从酸缸内捞取器皿时防止酸液溅到地面，会腐蚀地面。C.器皿浸入酸液中要完全，不能留有气泡，以防止泡酸不彻底。
细胞培养用液的配制与消毒
器材与试剂：干粉型培养基、胰蛋白酶，青霉素、链霉素. 纯净水系统、电子天平、PH计、磁力搅拌器。
具体步骤：
一. 水的制备：
细胞培养用水必须非常纯净，不含有离子和其他的杂质。需要用新鲜的双蒸水、三蒸水或纯净水
二.PBS的制备与消毒(也可用于其它BSS，如：Hanks，D-Hanks液的配制)：
1.溶解定容：将药品（NaCl：8.0g，KCl：0.2g，Na_{2#p#分页标题#e#}HPO₄•H₂O：1.56g，KH₂PO₄：0. 2g）倒入盛有双蒸水的烧杯中，玻璃棒搅动，充分溶解，然后把溶液倒入容量瓶中准确定容**1000ml，摇匀即成新配制的PBS溶液。
2.移入溶液瓶内待消毒：将PBS倒入溶液瓶（大的吊针瓶）内，盖上胶帽，并插上针头放入高压锅内8磅消毒20分钟。注意高压消毒后要用灭菌蒸馏水补充蒸发掉的水份。
三. 胰蛋白酶溶液的配制与消毒：
胰蛋白酶的作用是使细胞间的蛋白质水解从而使细胞离散。不同的组织或者细胞对胰酶的作用反应不一样。胰酶分散细胞的活性还与其浓度、温度和作用时间有关，在pH为8.0、温度为37℃时，胰酶溶液的作用能力**强。使用胰酶时，应把握好浓度、温度和时间，以免消化过度造成细胞损伤。因Ca²⁺、Mg²⁺和血清、蛋白质克降低胰酶的活性，所以配制胰酶溶液时应选用不含Ca²⁺、Mg²⁺的BSS，如：D-Hanks液。终止消化时，可用含有血清培养液或者胰酶抑制剂终止胰酶对细胞的作用。
1.称取胰蛋白酶：按胰蛋白酶液浓度为0.25％，用电子天平准确称取粉剂溶入小烧杯中的双蒸水（若用双蒸水需要调PH到7.2左右）或PBS（D-hanks）液中。搅拌混匀，置于4℃内过夜。
2.用注射滤器抽滤消毒：配好的胰酶溶液要在超净台内用注射滤器（0.22微米微孔滤膜）抽滤除菌。然后分装成小瓶于-20℃保存以备使用。
四.青、链霉素溶液的配制于消毒
1. 所用纯净水（双蒸水）需要15磅高压20分钟灭菌。
2.具体操作均在超净台内完成。青霉素是80万单位/瓶，用注射器加4ml灭菌双蒸水。链霉素是100万单位/瓶，加5ml灭菌双蒸水，即每毫升各为20万单位。
3.使用时溶入培养液中，使青链霉素的浓度**终为100单位/ml。1单位＝1微克？
五.RPMI1640的制备与消毒：
1.溶解、调PH值、定容：先将培养基粉剂加入培养液体积2/3的双蒸水中,并用双蒸水冲洗包装袋2-3次(冲洗液一并加入培养基中),充分搅拌**粉剂全部溶解,并按照包装说明添加一定的药品.然后用注射器向培养基中加入配制好的青链霉素液各0.5ml, 使青链霉素的浓度**终各为100单位/ml。然后用一个当量的盐酸和NaOH调PH到7.2左右。**后定容**1000ml，摇匀。
2.安装蔡式滤器：安装时先装好支架，按规定放好滤膜，用螺丝将不锈钢滤器和支架连接好。然后卸下支架腿分别用布包好待消毒。
3.抽滤：配制好的培养液通常用滤器过滤除菌。通常用蔡式滤器在超净工作台内过滤。
4.分装：将过滤好的培养液分装入小瓶内置于4℃冰箱内待用。
5.使用前要向100ml培养液中加入1ml谷氨酰胺溶液（4℃时两周有效）。
六．血清的灭火：
细胞培养常用的是小牛血清，新买来的血清要在56℃水浴中灭火30分钟后，再经过抽滤方可加入培养基中使用。#p#分页标题#e#
七.HEPES溶液：
HEPES的化学全称位羟乙基呱嗪乙硫磺酸（N’-a-hydroxythylpiperazine-N’- ethanesulfanic acid ）。对细胞无毒性作用。它是一种氢离子缓冲剂，能较长时间控制恒定的pH范围。使用终浓度为10-50mmol/L，一般培养液内含20mmol/LHEPES即可达到缓冲能力。
1mol/L HEPE缓冲液配制方法如下：
准确称取HEPTS 238.3g，加入新鲜三蒸水定容**1L。过滤除菌，分装后4℃保存。
注意：因为现在市售HEPES为约10g包装的小瓶，所以可根据实际情况灵活配制，但是要保证培养液内HEPES的终浓度仍然为20m mol/L 。如：称取4.766克HEPES溶于20ml三蒸水中，过滤除菌后可完全（20ml）加入1L培养液中，或者每100ml培养液中加入2ml即可。
八.谷氨酰胺：
合成培养基中都含有较大量的谷氨酰胺，其作用非常重要，细胞需要谷氨酰胺合成核酸和蛋白质，谷氨酰胺缺乏要导致细胞生长不良甚**死亡。在配制各种培养液中都应该补加一定量的谷氨酰胺。由于谷氨酰胺在溶液中很不稳定，4℃下放置1周可分解50％，故应单独配制，置于-20℃冰箱中保存，用前加入培养液。加有谷氨酰胺的培养液在4℃冰箱中储存2周以上时，应重新加入原来的谷氨酰胺。一般培养液中谷氨酰胺的含量为1～4mmol/L。可以配制200mmol/L谷氨酰胺液贮存，用时加入培养液。配制方法为，谷氨酰胺2.922g溶于三蒸水加**100ml即配成200mmol/L的溶液，充分搅拌溶解后，过滤除菌，分装小瓶，-20℃保存，使用时可向100ml培养液中加入1ml谷氨酰胺溶液。
九.肝素溶液的配制：
含有肝素的培养液可以使内皮细胞纯度提高，肝素加入全培养液中**终浓度为50ug/ml。因为现在市售的多为肝素钠，包装为约为0.56克/瓶，配制时，可将其溶于100ml三蒸水中，定容，过夜，然后过滤除菌，分装小瓶，保存温度为℃
使用时，向100ml培养液中加入1ml（精确可加入0.9ml）即可。
十. Ⅰ型胶原酶：
0.1％Ⅰ型胶原酶溶液同胰蛋白酶一样配制和消毒灭菌。注意：因为Ⅰ型胶原酶分子颗粒比胰酶大，不容易过滤，因此可以用蔡式滤器过滤除菌。分装入10ml小瓶-20℃保存。
十一.明胶溶液：
因为明胶难于过滤，所以配制0.1％明胶溶液必须用无菌的PBS配制。所以制备过程中必须要注意无菌操作。shou要的问题是如何无菌准确称量0.1克（配成100ml溶液）—即解决无菌分装药品的问题。其次要注意即使是01.的溶液，明胶也难溶，因此要充分摇匀，过夜放置，然后无菌分装入50ml小瓶中， 4℃保存。
其他培养用液的配制：
20ug/ml内皮生长因子，
注意事项：
1.配制溶液时必须用新鲜的蒸馏水。
2.安装蔡式滤器时通常使用孔径0.45微米和0.22微米滤膜各一张，放置位置为0.45的位于0.22微米的滤膜上方，并且要特别注意滤膜光面朝上。
3.配制RPMI1640培养基时因为还要加入小牛血清，而小牛血清略偏酸性，为了保证培养液PH#p#分页标题#e#值**终为7.2，可在配制时调PH**7.4。
细胞传代培养（消化法）
具体操作：
一. 传代前准备：
1.预热培养用液：把已经配制好的装有培养液、PBS液和胰蛋白酶的瓶子放入37℃水浴锅内预热。
2.用75％酒精擦拭经过紫外线照射的超净工作台和双手。
3.正确摆放使用的器械：保证足够的操作空间，不仅便于操作而且可减少污染。
4.点燃酒精灯：注意火焰不能太小。
5.准备好将要使用的消毒后的空培养瓶，放入微波炉内高火，8分钟再次消毒。
6.取出预热好的培养用液：取出已经预热好的培养用液，用酒精棉球擦拭好后方能放入超净台内。
7.从培养箱内取出细胞：注意取出细胞时要旋紧瓶盖，用酒精棉球擦拭显微镜的台面，再在镜下观察细胞。
8.打开瓶口：将各瓶口一一打开，同时要在酒精灯上烧口消毒。
二.胰蛋白酶消化；
1.加入消化液：小心吸出旧培养液，用PBS清洗（冲洗），加入适量消化液（胰蛋白酶液），注意消化液的量以盖住细胞**好，**佳消化温度是37℃。
2. 显微镜下观察细胞：倒置显微镜下观察消化细胞，若胞质回缩，细胞之间不再连接成片，表明此时细胞消化适度。
3.吸弃消化液加入培养液：弃去胰蛋白酶液，注意更换吸管，加入新鲜的培养液。
三、吹打分散细胞：
1.吹打制悬：用滴管将已经消化细胞吹打成细胞悬液。
2.吸细胞悬液入离心管：将细胞悬液吸入10ml离心管中。
3.平衡离心：平衡后将离心管放入台式离心机中，以1000转/分钟离心6-8分钟。
4.弃上清液，加入新培养液：弃去上清液，加入2ml培养液，用滴管轻轻吹打细胞制成细胞悬液。
四.分装稀释细胞：
1.分装：将细胞悬液吸出分装**2-3个培养瓶中，加入适量培养基旋紧瓶盖。
2.显微镜下观察细胞：倒置显微镜下观察细胞量，必要是计数。注意密度过小会影响传代细胞的生长，传代细胞的密度应该不低于5×10⁵/ml。**后要做好标记。
五.继续培养：
用酒精棉球擦拭培养瓶，适当旋松瓶盖，放入CO₂培养箱中继续培养。传代细胞2小时后开始贴附在瓶壁上。当生长细胞铺展面积占培养瓶底面积25％时为一个＋，占50％为＋＋，占75％时为＋＋＋。
传代细胞培养注意事项：
1.严格的无菌操作
2.适度消化：消化的时间受消化液的种类、配制时间、加入培养瓶中的量等诸多因素的影响，消化过程中应该注意培养细胞形态的变化，一旦胞质回缩，连接变松散，或有成片浮起的迹象就要立即终止消化。
附：EDTA（0.02％乙二胺四乙酸二钠）消化液配方：
EDTA 0.20g，NaCl 8.00g， KCl 0.20g， KH₂PO₄ 0.02g， 葡萄糖 2.00g，0.5％酚红4ml，加入蒸馏水定容**1000ml。10磅20min高压灭菌，使用时调节PH值到7.4。注意EDTA不能被血清中和，使用后培养瓶要彻底清洗，否则再培养时细胞容易脱壁。
细胞的复苏
细胞复苏的原则－快速融化：必须将冻存在-196℃液氮中的细胞快速融化**37℃，使细胞外冻存时的冰晶迅速融化，避免冰晶缓慢融化时进入细胞形成再结晶，对细胞造成损害。#p#分页标题#e#
具体操作
一. 实验前准备：
1.将水浴锅预热**37℃
2.用75％酒精擦拭紫外线照射30min的超净工作台台面。
3.在超净工作台中按次序摆放好消过毒的离心管、吸管、培养瓶等等。
二．取出冻存管：
1.根据细胞冻存记录按标签找到所需细胞的编号。
2.从液氮罐中取出细胞盒，取出所需的细胞，同时核对管外的编号。
三．迅速解冻：
1.迅速将冻存管投入到已经预热的水浴锅中迅速解冻，并要不断的摇动，使管中的液体迅速融化。
2.约1-2min后冻存管内液体完全溶解，取出用酒精棉球擦拭冻存管的外壁，再拿入超净台内。
四.平衡离心：
用架盘天平平衡后，放入离心机中3000r/min 离心3min
五.制备细胞悬液：
1.吸弃上清液。
2.向离心管内加入10ml培养液，吹打制成细胞悬液。
六.细胞计数：
细胞浓度以5×10⁵/ml为宜。
七.培养细胞
将复合细胞计数要求的细胞悬液分装入培养瓶内，将培养瓶放入37℃和5％CO₂的培养箱内2-4小时（或者24-48小时）后换液继续培养培养，换液的时间由细胞情况而定。
初学者易犯错误：
1水浴锅未预热或者未预热到37℃。
2.水浴锅内冻存管太多，导致传热不佳，使融化时间延长。
3.离心前忘记平衡，导致离心机损坏和细胞丢失。
4.一次复苏细胞过多，忘记更换吸头和吸管，导致细胞交叉污染。
细胞计数
实验原理：当待测细胞悬液中细胞均匀分布时，通过测定一定体积悬液中的细胞的数目，即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。
具体操作：
一.准备工作：
取一瓶传代的细胞，按照《传代细胞培养（消化法）》中的传代方法繁殖细胞，待长成单层后以被使用。
二.细胞悬液制备：
细胞悬液的制备方法是用0.25％的胰蛋白酶液消化、PBS液洗涤后，加入培养液（或Hanks液或PBS等平衡盐溶液），吹打制成待测细胞悬液。
三.细胞计数：
1.盖好盖玻片：取一套血球计数板，将特制的盖玻片盖在血球计数槽上。
2.制备计数用的细胞悬液：用吸管吸5滴细胞悬液到一离心管中，加入5滴台盼蓝染液（0.4％）或苯胺黑，活细胞不会被染色，加入染液后就可以在显微镜下区别活细胞和死细胞。
3.将细胞悬液滴入计数板：将待测细胞悬液吹均匀，然后吸取少量悬液沿盖片边缘缓缓滴入，要保证盖片下充满悬液，注意盖片下不要有气泡，也不能让悬液流入旁边槽中。
4.统计四个大格的细胞数：将血球计数板放于显微镜的低倍镜下观察，并移动计数板，当看到镜中出现计数方格后，数出四角的四个大铬（每个大格含有16个中铬）中没有被染液染上色的细胞数目。
5.计算原细胞悬液的细胞数:按照下面公式计算细胞密度：
（细胞悬液的细胞数）/ml＝ （ 四个大格子细胞数/4) ×2×10⁴
说明：公式中除以4因为计数了4个大格的细胞数。
公式中乘以2因为细胞悬液于染液是1：1稀释。
公式中乘以10⁴因为计数板中每一个大格的体积为：
1.0mm（长）#p#分页标题#e#×1.0mm（宽）×0.1mm（高）＝0.1mm³ 而 1ml＝1000mm³
四.细胞计数要点：
1.进行细胞计数时，要求悬液中细胞数目不低于10⁴个/ml，如果细胞数目很少要进行离心再悬浮于少量培养液中；
2.要求细胞悬液中的细胞分散良好，否则影响计数准确性。
3.取样计数前，应充分混匀细胞悬液，尤其时多次取样计数时更要注意每次取样都要混匀，以求计数准确；
4. 数细胞的原则是只数完整的细胞，若细胞聚集成团时，只按照一个细胞计算。如果细胞压在格线上时，则只计上线，不计下线，只计右线，不计左线。
5. 操作时，注意盖片下不能有气泡，也不能让悬液流入旁边槽中，否则要重新计数。
五.初学者易犯的错误：
1. 计数前未将待测悬液吹打均匀。
2. 滴入细胞悬液时盖玻片下出现气泡。
3. 滴入悬液时的量太多，**使细胞悬液流入旁边的槽中。
六.本实验特殊试剂的配制：
4％台盼蓝母液：称取4克台盼蓝，加入少量蒸馏水研磨，加双蒸水**100毫升，用滤纸过滤，4℃保存。
使用液：使用时，用PBS稀释母液**0.4％即可。
细胞的冻存
1.先将冻存管放入4℃冰箱，约40min。
2.接着置于-20℃冰箱，约30-60min。
3.置于-80超低温冰箱中放置过夜。
4.置于液氮罐中长期保存。
5同时做好冻存记录，在自己的笔记本和冻存记录本上均要记录。
注意事项：
1.使用DMSO前，不需要进行高压灭菌，它本身就有灭菌的作用。高压灭菌反而会破华它的分子结构，以**于降低冷冻保护效果。在常温下，DMSO对人体有害，故在配制时**好戴上手套操作。
2.不宜将冻存细胞放置在0℃～-60℃这一温度范围内过久，低温损伤主要发生在这一温度区内，是“危险温区”。
3.注意定期检查液氮罐内液氮量，及时添加。
细胞培养三不要
养细胞是医学研究生的基本功。我养过骨髓MSC、心肌细胞、心肌成纤维细胞、AD293腺病毒包装细胞、PA317逆转录病毒包装细胞。养得**多的是MSC。有三个小经验和大家分享一下：
1. 不要烧瓶口。大多数人都喜欢在酒精灯的火焰上关瓶子，觉得这样可以避免污染。不知道大家是不是有培养基怎么越用越发紫的困惑？知道为什么吗？烧瓶口烧的。培养基一般都是用碳酸/碳酸氢跟作缓冲体系。瓶口在火焰上的时候，炽热的空气进入瓶内。塞紧塞子放入冰箱后，空气变冷，压力骤降，培养基中的碳酸就会转化成二氧化碳，释放出来。培养基中的碳酸少了，当然会变碱。如果不烧瓶口的话，你会发现培养液变碱的速度会大大减慢。（当然多多少少还是会有一点越用越碱，因为室温还是比冰箱内的温度高）
其实烧瓶口防止污染纯粹是心理安慰。不妨试一下把手指在火上晃几下，你会发现根本就不会烧疼。如果有细菌的话，这么晃两下也烧不死多少。要想烧死全部细菌，除非把瓶口和塞子烧红。我在G内从来就不烧瓶口。来美G以后发现这里更彻底，超净台内根本就不点酒精灯。
2. 不要频繁看细胞。对于初学者而言，养细胞就像养孩子一样，有空就要去看看。细胞越是养不好，就越是经常去看。实际上看细胞对细胞的生长没有任何好处，特别是对原代细胞或是免疫磁珠分选后，密度特别低的细胞。培养基中的生长因子是非常有限的。细胞好不容易自分泌一点儿促生长的因子在其周围，形成有利于生长的局部环境。你跑去看细胞，培养瓶这么一晃，把因子都给晃散了。经常可以看到新手**到晚都在看细胞，细胞老是长不好。老手细胞一扔好几天不管，细胞疯长。#p#分页标题#e#
3. 不要怕消化。在传代的时候，初学者往往生怕细胞消化过度，早早地终止消化。细胞没下来就使劲吹灯，吹得满瓶子都是气泡。在我看来，用力吹打对细胞的损伤比消化更大。我师兄在做血管平滑肌原代的时候，37度消化过夜，细胞也没事。我一般是等细胞完全变圆后才中止消化。细胞轻轻一晃就能下来。还有，动作要轻柔，尽量不要产生气泡。气泡在破裂时的机械应力相当大，对细胞的伤害也是很大的。 
原代培养技术
一、组织块直接培养法
1、取材，用Hank's液洗涤三次，并剔除脂肪，结缔组织，血液等杂物。
2、用手术剪将组织剪切成1mm³ 左右的小块，再用Hank's液洗三次。
3、将组织块转移**培养瓶，并贴附于瓶底面。
4、轻轻将培养瓶翻转，瓶底朝上，向瓶内注入适量的培养液，将培养瓶放置在37℃恒温箱内培养。
5、放置待组织小块贴附后，将培养瓶慢慢翻转平放，使组织浸入培养液中（勿使组织漂起），37℃继续培养。二、消化培养法
1、取材，用Hank's液洗涤三次，并剔除脂肪，结缔组织，血液等杂物。
2、用手术剪将组织剪切成1mm³ 左右的小块，再用Hank's液洗三次。
3、视组织块量加入酶液，37℃中消化20—40分钟，每隔5分钟振荡一次，或用吸管吹打一次，使细胞分离。
4、加入3—5ml培养液以终止酶消化作用（或加入相关酶抑制剂）。
5、静置5—10分钟，使未分散的组织块下沉，取悬液加入到离心管中。
6、1000rpm，离心10分钟，弃上清液。
7、加入Hank's液5ml，冲散细胞，再离心一次，弃上清液。
8、加入培养液1—2ml（视细胞量），血球计数板计数。
9、将细胞转移到培养瓶中，37℃下培养。
三、 器官培养
1、将不锈网做成支架形状，调整其高度**培养皿的1/2深度平面，在其表面放置0.5μm孔径滤膜。
2、将培养液加入培养皿中，使液面刚刚接触到滤膜，但不要使其浮起。
3、将要培养器官组织放在滤膜上，一般厚度不要超过200μm，水平面积不超过10mm² 。
4、将上述准备好的培养物放入CO₂ 培养箱，并加注氧气调整氧分压，**好到90%。
5、培养过程中要注意观察培养液平面，尽可能保持在与滤膜一致的水平上。
6、上述可进行器官培养1-3周，每2-3天换液一次，并根据情况做进一步实验和检测。
胚胎干细胞培养：从技巧走向科技
实验室培养人类胚胎干细胞是个不小的壮举，培养的讲究，易溶细胞劳动密集型，在一定程度上与其说是精密科学不如说是技巧。
然而，现在，威斯康星大学麦迪逊分校（the University of Wisconsin-Madison）一研究小组报告，研制了一个完全确定的培养体系，为细胞治疗提供更均一更安全产品
The journal Nature Methods Nov.14上报道，该小组由Laura Kiessling*导，一位威斯康星大学麦迪逊分校化学教授，介绍了一种廉价的、能（适应）所有细胞的（培养）系统，从而免受培养（操作过程中）的不确定性工作（或因素的影响）。
“这是一项很简单的技术，任何人都能使用” Kiessling说。
目前，人类胚胎干细胞培养的大多是用于研究，然而，随着时间推移培养系统会改进，科学家们仍用鼠源细胞及蛋白的支持干细胞生长的“表面”培养人类细胞，诱导胚胎干细胞。如此会增加病原体，如病毒，如果培养的干细胞用于人体治疗，这是一个严肃的问题（涉及生物安全）。
新的培养系统利用一种人工合成的化学方法制成蛋白片段及多肽基质，对干细胞有亲和作用。结合界定的培养基，由威斯康星团队设计的培养系统可以让细胞处在未分化状态保持3个月或更长。根据新的报告，该系统也适用于诱导多能干细胞，成人细胞经过遗传学重编类似于胚胎干细胞。
Kiessling表示，在该系统，细胞经常被检测是否分化为所需的细胞类型，在一定时间内与市售有效的细胞培养系统对比看是否达到一致。
Kiessling表示，**人类胚胎干细胞临床试验在进行中，正在启动人类患者更多试验，相信在安全性问题上是**高**上的。
Kiessling解释，目前通常使用的培养系统是不确定性，并没有真正知道细胞是否接触，且无均一性，代与代之间是否存在变异。而我们研发的系统是确定的并且是廉价的。#p#分页标题#e#
Kiessling的研究小组的工作得到了美GG立卫生研究院和威斯康星材料科学与工程研究中心大学的支持。
细胞培养中的污染分为两类，化学污染和生物污染。
化学污染
化学污染是一些对细胞有毒性的或对细胞产生刺激的化学物质。这些污染一般来自于没有洗净的器皿、不纯的化学试剂和质量较差的蒸馏水等。
化学污染中比较引人注意的是细菌内毒素。它是革兰氏阴性细菌细胞死亡后解体释放出的疏水性的细胞壁组成物质，对塑料等疏水性强的物质有很强的吸附能力。细菌内毒素可刺激部分细胞产生一些激素或细胞因子，对细胞生长和实验结果产生影响。细菌内毒素是临床上的**主要的热原（即注射到动物体内会导致动物发热），所以通过细胞培养生产的疫苗、细胞因子等用在临床上的药品的生产过程中更是要避免细菌内毒素的污染。
生物污染
生物污染包括比较容易发现的细菌、霉菌和酵母的污染，和较难发现的病毒、支原体和其他细胞的污染。
细菌、霉菌和酵母到处存在，它们能在合适的环境中非常快速的生长。这些污染比较容易观察到，它们往往会使其污染的培养液产生可见的变化，或者通过显微镜观察就可以看见。
由于病毒有种属特异性，所以病毒污染的概率比较小。但是病毒污染难于发现，因为病毒颗粒特别微小，一般的实验室都没能力检查细胞培养中污染的病毒。由于病毒一般潜伏在细胞内，对整个细胞培养不是致死的，所以它可能会使研究人员长期得到受病毒影响的细胞的实验结果。
1956 年 Robinson 及其同事**发现细胞培养中的支原体污染。90年代初美G的一个调查发现，在该G的细胞培养中，**少有15%被支原体污染。由于支原体没有细胞壁，在细胞培养液中几乎是透明的，同时对常用于细胞培养中的抗生素不敏感，不引起 pH 变化，不使培养液浑浊，所以支原体污染不容易被发现，但是其存在会影响实验的结果。
细胞的交叉污染在细胞培养中发生的严重程度大大超过人们的想象：1981 年对ATCC细胞株的调查显示：超过 60 标记为其他细胞株的细胞居然是 HeLa 细胞。
细胞培养细节问题
1. 实验进行前，无菌室及无菌操作台(laminar flow) 以紫外灯照射30-60 分钟灭菌，以70 %ethanol 擦拭无菌操作抬面，并开启无菌操作台风扇运转10 分钟后，才开始实验操作。每次操作只处理一株细胞株，且即使培养基相同亦不共享培养基，以避免失误混淆或细胞间污染。实验完毕后，将实验物品带出工作台，以70 % ethanol 擦拭无菌操作抬面。操作间隔应让无菌操作台运转10 分钟以上后，再进行下一个细胞株之操作。
2. 无菌操作工作区域应保持清洁及宽敞，必要物品，例如试管架、吸管吸取器或吸管盒等可以暂时放置，其它实验用品用完即应移出，以利于气流之流通。实验用品以70 % ethanol 擦拭后才带入无菌操作台内。实验操作应在抬面之中央无菌区域，勿在边缘之非无菌区域操作。
3. 小心取用无菌之实验物品，避免造成污染。勿碰触吸管尖头部或是容器瓶口，亦不要在打开之容器正上方操作实验。容器打开后，以手夹住瓶盖并握住瓶身，倾斜约45° 角取用，尽量勿将瓶盖盖口朝上放置桌面。
4. 工作人员应注意自身之安全，须穿戴实验衣及手套后才进行实验。对于来自人类或是病毒感染之细胞株应特别小心操作，并选择适当等级之无菌操作台(**少Class II)。操作过程中，应避免引起aerosol 之产生，小心毒性药品，例如DMSO 及TPA 等，并避免尖锐针头之伤害等。
5. 定期检测下列项目： 5.1. CO₂ 钢瓶之CO₂ 压力 5.2. CO₂ 培养箱之CO₂ 浓度、温度、及水盘是否有污染(水盘的水用无菌水，每周更换)。 5.3. 无菌操作台内之airflow 压力，定期更换紫外线灯管及HEPA 过滤膜，预滤网(300小时/预滤网，3000 小时/HEPA)。
6. 水槽可添加消毒剂(Zephrin 1:750)，定期更换水槽的水。
基础篇-实验用品
1. 种类︰
1.1. 细胞培养实验用品均为无菌，除了玻璃容器与pasteur pipet 外，其它均为塑料无菌制品。
1.2. TC 级培养盘表面均有coating 高分子物质以让细胞吸附，培养容器种类有Tflask，plates, dishes, roller bottle 等，依实验需要使用。
1.3. plastic sterile pipet: 1 ml, 2 ml,5 ml, 10 ml, 25 ml
1.4. 塑料离心管: 15 ml, 50 ml，均有2 种不同材质，其中polypropylene (PP) 为不透明材质，polystyrene (PS) 为透明材质，可依实验需要而选择适合材质之离心管。
1.5. glass pastuer pipet: 9 inch，用以抽掉废弃培养液等。
1.6. 玻璃血清瓶(Pyrex or Duran glassware)：100 ml, 250 ml,500 ml,1000ml#p#分页标题#e#
2. 清洗︰
2.1. 新购玻璃血清瓶先以0.1~0.05 N HCl 浸泡数小时，洗净后才开始使用。
2.2. 用过之玻璃血清瓶，以高压蒸汽灭菌，洗净后分别用一次与二次去离子水冲洗干净，勿加清洁剂清洗。
3. 灭菌︰
3.1. 实验用玻璃血清瓶以铝箔纸包覆瓶盖，高压蒸汽灭菌121℃, 15 lb, 20 分钟，置于oven 中烘干。
3.2. 实验用玻璃pasteur pipet 以干热灭菌170℃, 4 小时。
3.3. 液体或是固体废弃物可用10 % hypochloride 溶液(次氯酸，即漂白水) 或是蒸汽高压灭菌121 ℃, 15 lb, 20 分钟处理。
基础篇-培养基
1. 液体培养基贮存于4℃ 冰箱，避免光照，实验进行前放在37℃ 水槽中温热。
2. 液体培养基(加血清) 存放期为六个月，期间glutamine 可能会分解，若细胞生长不佳，可以再添加适量glutamine。
3. 粉末培养基配制(以1 升为例)： 3.1. 细胞培养基通常须添加10 % 血清，因此粉末培养基之配制体积为900 ml，pH 为7.2 - 7.4。NaHCO₃ 为另外添加，若将NaHCO₃ 粉末直接加入液体培养基中会造成pH 之误差，或局部过碱。因此粉末培养基及NaHCO₃ 粉末应分别溶解后才混合，然后用CO₂ 气体调整pH，而非用强酸(HCl)或强碱(NaOH)，因为氯离子对细胞生长可能有影响，且贮存时培养基的pH 易发生改变。
3.2. 材料： 纯水(milli-Q 水或二次**三次蒸馏水，水品质非常重要) ，粉末培养基 ，NaHCO₃  ，电磁搅拌器 无菌血清瓶 ，0.1 或0.2 mm无菌过滤膜 ，pH 计，真空泵，CO₂ 气体
3.3. 步骤：
3.3.1. 取粉末培养基溶于700 ml milli-Q 水中，搅拌使其溶解。
3.3.2. 称取适量之NaHCO₃ 粉末溶于200ml milli-Q 水中，搅拌使其溶解，然后通入CO₂ 气体**饱和，约3-5 分钟。
3.3.3. 将溶解且含饱和CO₂ 之NaHCO₃ 溶液加入溶解之液体培养基中混合。混后溶液之pH 应为7.2-7.4，除非pH 值偏差太大，否则不需用酸碱再调整之。若为太碱，可再通入CO₂ 气体调整pH。培养基以真空帮浦通过过滤膜时，pH 会升高0.1-0.2。
3.3.4. 以0.1 或0.2 mm 无菌过滤膜过滤灭菌，同时分装**无菌容器中，标示培养基种类、日期、瓶号等，贮存于4℃。(血清亦可加入培养基中一起过滤)
3.3.5. 配制之培养基配制须作生长试验与污染测试。
附-配制培养基之生长测试
材料： MDCK cell (ATCC CCL-34 或CCRC 60004) 6-well TC plate (or 35 mm TC dish) methanol glacial acetic acid 10 % Giemsa solution (GibcoBRL 10092-013)
步骤：
1. 以待测试培养基培养MDCK cell，接种MDCK 细胞于6-well plate (或35mm TC dish) 中，每个well 接种1 × 10² 活细胞，同时作对照组实验。
2. 接种5～7 天后，在100 倍倒立显微镜作观察细胞群落之生长，待细胞群落大到可以肉眼观察，而群落间不互相接触时即可。
3. 去除培养基，加入1 ml Carnoy’s 固定液(甲醇：冰醋酸﹦ 3:1)，室温下静置10 min。
4. 去除固定液，水洗二次。
5. 加入1 ml 10 % Giemsa solution，，室温下静置染色2-3 min。
6. 去除染液，水洗二次。
7. 以肉眼计数群落数，并比较之，若新配制或新批号的培养基对细胞生长不佳，则丢弃之。
基础篇-抗生素
1. 细胞库之细胞培养基不加抗生素 1.1. 培养自ATCC 引进之细胞株，培养基中不加抗生素。 1.2. 培养自其它实验室引进之细胞株，制作token freeze 前培养基须添加抗生素，待token freeze 通过污染测试后，大量培养时则不加抗生素。
2. 寄送活细胞时，须将培养液充满整个flask 时，则须添加抗生素(penicillin 100 units/ml + streptomycin 100 ug/ml)。
3. 若要检测mycoplasma，则培养基内不可添加gentamicin，因gentamicin 会抑制mycoplasma 生长。
4. 去除细菌污染之抗生素混合配方: penicillin 250 units/ml, streptomycin 250 ug/ml, neomycin 250 ug/ml, bacitracin 2.5 units/ml，注意混合使用后药物毒性会增强。
5. 抗生素使用种类与浓度：

抗生素	工作浓度	储存温度	杀灭细菌
penicillin(青霉素)	100 units/ml	-20℃	G(+) bacteria
streptomycin(链霉素)	100 ug/ml	-20℃	G(+) and G(-) bacteria
amphotericin B(潮霉素B)	2.5 ug/ml	-20℃	yeast and molds
fungizone	2.5ug/ml	-20℃	yeast and molds
Chlotetracycline(金霉素)	50 ug/ml	-20℃	G(+) and G(-) bacteria
gentamicin(庆大霉素)	50 ug/ml	-20℃	G(+) and G(-) bacteria
nystatin(制霉菌素)	50 ug/ml	-20℃	yeast and molds
amphotericin B(潮霉素B)	2.5 ug/ml	-20℃	yeast and molds

#p#分页标题#e#基础篇-血清
1. 血清必须贮存于–20 ～ -70℃，若存放于4℃，请勿超过一个月。如果一次无法用完一 瓶，可将40～45 ml 分装于无菌50 ml 离心管中，由于血清结冻时体积会增加约10 %， 必须预留此膨胀体积之空间，否则易发生污染或容器冻裂之情形。
2. 一般厂商提供之血清为无菌，不需再无菌过滤。若发现血清有许多悬浮物，则可将血清加入培养基内一起过滤，勿直接过滤血清。
3. 瓶装(500ml) 血清解冻步骤(逐步解冻法): -20℃或–70℃**4℃冰箱溶解**，**室温下全溶后再分装，一般以50 ml 无菌离心管可分装40～45 ml。在溶解过程中须规则摇晃均匀(小心勿造成气泡)，使温度与成分均一，减少沈淀的发生。勿直接由–20℃直接**37℃解冻，因温度改变太大，容易造成蛋白质凝结而发生沈淀。
4. heat-inactivation 是指56℃, 30 分钟加热已完全解冻之血清。加热过程中须规则摇晃均匀。此热处理之目的是使血清中之补体成份(complement) 去活化。除非必须，一般不建议作此热处理，因为会造成沈淀物之显著增多，且会影响血清之品质。补体参与之反应有：cytolytic activities, contraction of smooth muscle, release of histamine from mast cells and platelets, enhanced phagocytosis, chemotaxis and activation of lymphocytic and macrophage cell type。
5. 勿将血清置于37℃太久，若在37℃放置太久，血清会变得混浊，同时血清中许多较不稳定之成份亦会因此受到破坏，而影响血清之品质。
6. 血清之沈淀物
6.1. 凝絮物：发生之原因有许多种，但普遍之原因是血清中之脂蛋白(lipoprotein) 变性及解冻后血清中存在之血纤维蛋白(fibrin) 造成，这些凝絮沈淀物不会影响血清本身之品质。若欲减少这些凝絮沈淀物，可用离心3000 rpm, 5 min 去除，或离心后上清液可以加入培养基中一起过滤。不建议用过滤步骤去除这些凝絮沈淀物，因为会阻塞过滤膜。
6.2. 显微镜下观察之“小黑点”：通常经过热处理之血清，沈淀物的形成会显著的增多。有些沈淀物在显微镜下观察像是“小黑点”，常会误认为血清遭受污染，而将血清放在37℃中欲培养此“微生物“，但在37℃环境下，又会使此沈淀物增多，更会误认为微生物之增殖，但以培养细菌之培养基检测，又没有污染。一般而言，此小黑点应不会影响细胞之生长，但若怀疑此血清之品质，应立即停用，更换另一批号的血清。
附-血清之生长测试
材料： MDCK cell (ATCC CCL-34 或CCRC 60004) a-MEM (alpha modified minimal essential medium, GibcoBRL 12000-022 ) 6-well TC plate (or 35mm TC dish) methanol glacial acetic acid 10 % Giemsa solution(GibcoBRL 10092-013)
步骤：
1. 以a-MEM with 10 % FBS (已测试过) 培养MDCK 细胞于T75 flask **80% confluency。
2. 以trypsin-EDTA 处理细胞，离心后，加入适量不加血清之a-MEM 制成细胞悬浮液，并测细胞浓度。以不加血清之a-MEM 稀释细胞浓度为1×102活细胞数/ ml。
3. 将1 ml 细胞悬浮液接种入6-well plate 中，并另加入1 ml 含不同浓度的血清(20 % , 10 % , 4 % , 2 % , 1 % , 0.4 %) 之a-MEM，使血清**终浓度为10% , 5 % , 2 % , 1 % , 0.5 % , 0.2 %。用已测试过之血清同时进行对照组试验。
4. 37 oC，5 % CO₂ 培养箱培养5-7 天，期间不需更换培养基，待细胞群落大到可以肉眼观察，而群落间不互相接触即可。
5. 去除培养基，加入1 ml Carnoy’s 固定液(甲醇:冰醋酸﹦ 3:1)，室温下静置10 min。
6. 去除固定液，水洗二次。
7. 加入1 ml 10 % Giemsa solution，，室温下静置染色2-3 min。
8. 去除染液，水洗二次。
9. 以肉眼计数群落数
10. 计算SPE ( Serum Plating Efficiency )： SPE = ( no. of colonies / well ) / 100 x 100 %
11. 计算RPE(Relative Plating Efficiency)： SPE = [ total colonies of six well (test) / Total colonies of six well (control) ] x100 %
比较各浓度血清培养基之RPE，即可得知待测血清对细胞生长的影响。订购多量同一批号的优良血清，置于–70℃ 保存之
基础篇-细胞传代培养
1. 细胞生长**高密度时，即须分殖**新的培养瓶中，一般稀释比例为1:3 **1:6，依细胞种类而异。
2. 材料：
2.1. 无菌磷酸生理缓冲液(Dulbecco’s phosphate-buffered saline, Ca++/Mg++ free, D-PBS, GibcoBRL 21600-010) 2.2. trypsin-EDTA solution (0.05% trypsin-0.53mM EDTA-4Na, GibcoBRL 25300-062)： 以10 ml 分装于15 ml 无菌离心管中，保存于–20℃，使用前放在37℃#p#分页标题#e# 水槽回温。
2.3. 新鲜培养基
2.4. 无菌吸管/离心管/培养瓶
3. 步骤：
3.1. 附着型胞(adherent cell)
3.1.1. 吸掉旧培养液。
3.1.2. 用D-PBS 洗涤细胞一**二次。
3.1.3. 加入trypsin-EDTA 溶液(1ml/25cm², 2ml/75cm²)，37 ℃作用数分钟，于倒立显微镜下观察，当细胞将要分离而呈现圆粒状时，吸掉trypsin-EDTA 溶液。(若不移去trypsin-EDTA，则在trypsin-EDTA 作用后，加入适量含血清之新鲜培养基终止trypsin 作用，离心后再吸掉上清液。)
3.1.4. 轻拍培养瓶使细胞自瓶壁脱落，加入适量之新鲜培养基，以吸管上下吸放数次以打散细胞团块，混和均匀后，依稀释比例转移**新的培养瓶中，以正常培养条件培养。
3.2. 悬浮型细胞(suspension cell)
3.2.1. 吸出细胞培养液，放入离心管中，离心1000 rpm 5 分钟。
3.2.2. 吸掉上清液，加入适量之新鲜培养基，混和均匀后，依稀释比例转移**新的培养瓶中，以正常培养条件培养。
3.3. 融合瘤(hybridoma)
3.3.1. 有些hybridoma cell 需培养三天以上才会产生抗体，若是更换培养基，则可能会失去抗体。因此继代培养不需离心后更换培养基，直接添加新鲜培养基稀释细胞浓度即可。若体积太大，可倾斜放置，或分殖**新培养瓶中。
基础篇-细胞冷冻保存 （一）
1. 注意事项：
1.1. 欲冷冻保存之细胞应在生长良好(log phase) 且存活率高之状态，约为80 – 90 ％致密度。
1.2. 冷冻前检测细胞是否仍保有其特有性质，例如hybridoma 应在冷冻保存前一**二日测试是否有抗体之产生。
1.3. 注意冷冻保护剂之品质。DMSO 应为试剂级等级，无菌且无色(以0.22 micronFGLP Telflon 过滤或是直接购买无菌产品，如Sigma D-2650)，以5~10 ml 小体积分装，4℃避光保存，勿作多次解冻。Glycerol 亦应为试剂级等级，以高压蒸汽灭菌后避光保存。在开启后一年内使用，因长期储存后对细胞会有毒性。
1.4. 冷冻保存之细胞浓度：
1.4.1. normal human fibroblast: 1~3 x 10⁶ cells/ml
1.4.2. hybridoma: 1~3 x 106cells/ml，细胞浓度不要太高，某些hybridoma 会因冷冻浓度太高而在解冻24 小时后死去。
1.4.3. adherent tumor lines: 5~7 x 10⁶，依细胞种类而异。Adenocarcinoma 解冻后须较高之浓度，而HeLa 只需1-3 x 10⁶cells/ml。
1.4.4. other suspensions: 5~10 x 10⁶cells/ml, human lymphocyte 须**少5 x 10⁶cells/ml。
1.5. 冷冻保护剂浓度为5 或10 ％ DMSO，若是不确定细胞之冷冻条件，在做冷冻保存之同时，亦应作一个backup culture，以防止冷冻失败。
1.6. 冷冻方法：
1.6.1. 传统方法: 4℃ 10 分钟---> -20℃ 30 分钟---> -80℃ 16 - 18 小时(或隔夜) ---> 液氮槽vapor phase 长期储存。
1.6.2. 程序降温：利用等速降温机以–1 ～ -3℃/分钟之速度由室温降**–120℃，放在液氮槽vapor phase 长期储存。适用于悬浮型细胞与hybridoma 之保存。
基础篇-细胞冷冻保存 （二）
2. 材料：
2.1. 生长良好之培养细胞
2.2. 新鲜培养基
2.3. DMSO (Sigma D-2650)
2.4. 无菌塑料冷冻保存管(Nalgene 5000-0020)
2.5. 0.4 ％ w/v trypan blue (GibcoBRL 15250-061)
2.6. 血球计数盘与盖玻片
2.7. 等速降温机(KRYO 10 Series II)
3. 步骤：
3.1. 冷冻前一日前更换半量或全量培养基，观察细胞生长情形。
3.2. 配制冷冻保存溶液(使用前配制)：将DMSO 加入新鲜培养基中，**后浓度为5-10％，混合均匀，置于室温下待用。
3.3. 依细胞继代培养之操作，收集培养之细胞，取少量细胞悬浮液(约0.1 ml) 计数细胞浓度及冻前存活率。
3.4. 离心，去除上清液，加入适量冷冻保存溶液，使细胞浓度为1-5 x 10⁶ cells/ml，混合均匀，分装于已标示完全之冷冻保存管中，1 ml/vial，并取少量细胞悬浮液作污染检测。
3.5. 冷冻保存方法1: 冷冻管置于4℃ 10 分钟→ -20℃ 30 分钟→ -80℃ 16～18 小时(或隔夜) → 液氮槽vapor phase 长期储存。
3.6. 冷冻保存方法2: 冷冻管置于已设定程序之等速降温机中，再放入液氮槽中。程序为: program 7: HB CELL
基础篇-冷冻细胞活化#p#分页标题#e#
1. 冷冻细胞之活化原则为快速解冻，以避免冰晶重新结晶而对细胞造成伤害，导致细胞之死亡。
2. 细胞活化后，约需数日，或继代一**二代，其细胞生长或特性表现才会恢复正常(例如产生单株抗体或是其它蛋白质)。
3. 材料 37℃ 恒温水，新鲜培养基，无菌吸管/ 离心管/ 培养瓶，液氮或干冰容器
4. 步骤：
4.1 操作人员应戴防护面罩及手套，防止冷冻管可能爆裂之伤害。
4.2 自液氮或干冰容器中取出冷冻管，检查盖子是否旋紧，由于热胀冷缩过程，此时盖子易松掉。
4.3 将新鲜培养基置于37 °C 水槽中回温，回温后喷以70 % 酒精并擦拭之，移入无菌操作台内。
4.4 取出冷冻管，立即放入37 °C 水槽中快速解冻，轻摇冷冻管使其在1 分钟内全部融化，以70 % ethanol 擦拭保存管外部，移入无菌操作台内。
4.5 取出0.9 ml 解冻之细胞悬浮液，缓缓加入有培养基之培养容器内(稀释比例1:10～1:15)，混合均匀，放入CO₂ 培养箱培养。另取0.1 ml 解冻细胞悬浮液作存活测试。
4.6 解冻后是否立即去除冷冻保护剂(例如DMSO 或glycerol)，依细胞种类而异，一般而言，大都不需要立即去除冷冻保护剂。惟若要立即去除，则将解冻之细胞悬浮液加入含有5-10 ml 培养基之离心管内，离心1,000 rpm, 5 分钟，移去上清液，加入新鲜培养基，混合均匀，放入CO₂ 培养箱培养。
4.7 若不需立即去除冷冻保存剂，则在解冻培养后隔日更换培养基。
基础篇-收到细胞的处理方式 (一)
1. 收到细胞株包裹时， 请检查细胞株冷冻管是否有解冻情形， 若有请立即通知。细胞株请尽速开始培养， 或立即冷冻保存(置于–70 °C， 隔夜后， 移到液氮)。
2. 冷冻细胞解冻程序:
2.1. 依据细胞株数据单指定之基础培养基种类、血清种类和其它指定之成份和比例，制备培养基。jue大多数之细胞均无法立即适应不同之基础培养基或不同之血清种类， 若因实验需要， 必须有所不同时， 务必以缓慢比例渐次改变培养基组成， 确定细胞适应后， 方进行所需之实验。
2.2. FBS (fetal bovine serum, 胚牛血清), CS (calf serum, 小牛血清)和HS (horse serum, 马血清)，对细胞而言差异极大，请务必依据细胞株资料单指定之血清种类培养之。
2.3. 将培养基置于37 °C 水槽中回温， 回温后喷以70 % 酒精并擦拭之， 移入无菌操作台内。取出冷冻管， 立即放入37 °C 水槽中快速解冻， 水面高度不可接近或高过冷冻管之盖沿， 否则易发生污染。轻摇冷冻管使其在1 分钟内全部融化后， 以70 % ethanol 擦拭冷冻管外部， 移入无菌操作台内。
2.4. 依据细胞种类和浓度，于无菌操作台内取10 ml 培养基加**T25 或T75 flask中。取出已解冻之细胞悬浮液，缓缓加入T25 或T75 flask 内之培养基， 混合均匀，放入37 °C，5 % CO₂ 培养箱培养。
2.5. 对jue大多数细胞而言，1 % 以下之冷冻保护剂DMSO，不会对细胞之贴附或活化有不良影响，不需立刻由解冻细胞中去除， 待第二天确定细胞生长或贴附良好后再去除即可。惟对极少数因对DMSO 敏感或会造成细胞分化之细胞，需立即去除DMSO 者， 则可将解冻后之细胞悬浮液放入5 - 10 ml 培养基中，离心300 xg (约1000 rpm)，5 分钟，小心移去上清液，加入适量新鲜培养基，将细胞均匀混合后， 转移**培养瓶中， 再放入37 °C， 5 % CO₂ 培养箱培养。
基础篇-收到细胞的处理方式 (二)
收到T25 flask 细胞时， 处理方式为︰
1. 于寄送过程中，为避免起泡造成细胞脱落死亡，T25 flask 均加满培养基。请检查flask 外观，并于显微镜下观察细胞生长状况和有无污染现象，若有任何问题， 不要打开盖子，请立即通知细胞实验室。
2. 将原封之T25 flask 静置于37 °C， 5 % CO₂ 培养箱中，使细胞回温**37 °C， 并让运送过程中少数脱落的细胞可再附着生长。隔天后，于无菌操作箱内取出flask内之培养基，(取出之培养基可以再使用)，仅留约5-10ml 培养基于flask 内，依一般培养方式再将细胞置入培养箱中，或细胞已长满盘， 则将细胞做传代培养。
附-细胞计数与存活测试（一）
1. 原理：
1.1. 计算细胞数目可用血球计数盘或是Coulter counter 粒子计数器自动计数。
1.2. 血球计数盘一般有二个chambers，每个chamber 中细刻9 个1 mm2 大正方形，其中4 个角落之正方形再细刻16 个小格，深度均为0.1 mm。当chamber 上方盖上盖玻片后，每个大正方形之体积为1 mm² x 0.1 mm=1.0 x 10^-4 ml。使用时，计数每个大正方形内之细胞数目，乘以稀释倍数，再乘以104，即为每ml 中之细胞数目。
1.3. 存活测试之步骤为dye exclusion，利用染料会渗入死细胞中而呈色，而活细胞因细胞膜完整，染料无法渗入而不会呈色。一般使用蓝色之trypan blue 染料，如果细胞不易吸收trypan blue，则用红色之Erythrosin bluish。 #p#分页标题#e#
附-细胞计数与存活测试（二）
3.4. 若不用血球计数盘，可用Coulter counter 作自动计数，惟无法辨别死细胞或活细胞。
3.5. 范例： T75 monolayer culture 制成10ml 细胞悬浮液，取0.1 ml 溶液与0.1ml trypan  blue 混合均匀于试管中，取少许混合液加入血球计数盘，计数四大方格内之细胞数目。 活细胞数/方格：55 ,62, 49, 59 死细胞数/方格：5, 3, 4, 6 细胞总数= 243 平均细胞数/方格= 60.75 稀释倍数= 2 细胞数/ml：60.75 x 104 x 2 = 1.22 x 106 细胞数/flask： 1.22 x 106 x 10ml = 12.2 x 106 存活率：225/243﹦92.6 %
升级篇-细胞培养1
1 冷冻管应如何解冻？ 取出冷冻管后， 须立即放入37 °C 水槽中快速解冻， 轻摇冷冻管使其在1 分钟内全部融化， 并注意水面不可超过冷冻管盖沿， 否则易发生污染情形。另冷冻管由液氮桶中取出解冻时， 必须注意安全， 预防冷冻管之爆裂。
2 细胞冷冻管解冻培养时， 是否应马上去除DMSO？ 除少数特别注明对DMSO 敏感之细胞外， jue大部分细胞株（包括悬浮性细胞）， 在解冻之后， 应直接放入含有10-15ml新鲜培养基之培养角瓶中， 待隔天再置换新鲜培养基以去除DMSO 即可， 如此可避免大部分解冻后细胞无法生长或贴附之问题。
3 可否使用与原先培养条件不同之培养基？ 不能。每一细胞株均有其特定使用且已适应之细胞培养基， 若骤然使用和原先提供之培养条件不同之培养基， 细胞大都无法立即适应， 造成细胞无法存活。
4 可否使用与原先培养条件不同之血清种类？ 不能。血清是细胞培养上一个极为重要的营养来源， 所以血清的种类和品质对于细胞的生长会产生极大的影响。来自不同物种的血清， 在一些物质或分子的量或内容物上都有所不同，血清使用错误常会造成细胞无法存活。
升级篇-细胞培养2
5 何谓FBS, FCS, CS, HS ? FBS (fetal bovine serum) 和FCS (fetal calf serum) 是相同的意思， 两者都是指胎牛血清， FCS 乃错误的使用字眼， 请不要再使用。CS (calf serum) 则是指小牛血清。HS (horseserum) 则是指马血清。
6 培养细胞时应使用5 % 或10% CO₂？或根本没有影响？ 一般培养基中大都使用HCO₃^-/CO₃^2-/H+ 作为pH 的缓冲系统， 而培养基中NaHCO₃ 的含量将决定细胞培养时应使用的CO₂ 浓度。当培养基中NaHCO₃ 含量为每公升3.7 g 时，细胞培养时应使用10 % CO₂；当培养基中NaHCO₃ 为每公升1.5 g 时， 则应使用5 % CO₂ 培养细胞。
7 何时须更换培养基？ 视细胞生长密度而定， 或遵照细胞株基本数据上之更换时间，按时更换培养基即可。
8 培养基中是否须添加抗生素？
除于特殊筛选系统中外， 一般正常培养状态下， 培养基中不应添加任何抗生素。
9 附着性细胞继代时所使用之trypsin-EDTA 浓度？应如何处理？ 一般使用之trypsin-EDTA 浓度为0.05% trypsin-0.53mMEDTA.4 Na。**次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中， 保存于–20 °C，避免反复冷冻解冻造成trypsin 之活性降低， 并可减少污染之机会。
10 悬浮性细胞应如何继代处理？ 一般仅需持续加入新鲜培养基于原培养角瓶中， 稀释细胞浓度即可， 若培养液太多时， 可将培养角瓶口端稍微抬高， 直到无法容纳为止。分瓶时取出一部份含细胞之培养液**另一新的培养角瓶， 加入新鲜培养基稀释**适当浓度， 重复前述步骤即可。
升级篇-细胞培养3
11 欲将一般动物细胞离心下来，其离心速率应为多少转速？ 欲回收动物细胞， 其离心速率一般为300xg (约1,000rpm)，5 - 10 分钟， 过高之转速， 将造成细胞死亡。
12 细胞之接种密度为何？
      依照细胞株基本数据上之接种密度或稀释分盘之比例接种即可。细胞数太少或稀释的太多亦是造成细胞无法生长之一重要原因。
13 细胞冷冻培养基之成份为何？ 动物细胞冷冻保存时**常使用的冷冻培养基是含5 - 10 %DMSO (dimethyl sulfoxide) 和90 - 95 % 原来细胞生长用之新鲜培养基均匀混合之。注意：由于DMSO 稀释时会放出大量热能， 故不可将DMSO 直接加入细胞液中， 必须使用前先行配制完成。
14 DMSO 之等级和无菌过滤之方式为何？ 冷冻保存使用之DMSO 等级， 必须为Tissue culture grade之DMSO (如Sigma D2650)， 其本身即为无菌状况， **次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中， 保存于4°C， 避免反复冷冻解冻造成DMSO 之裂解而释出有害物质， 并可减少污染之机会。若要过滤DMSO， 则须使用耐DMSO 之Nylon 材质滤膜。
15 冷冻保存细胞之方法？ 冷冻保存方法一: 冷冻管置于4 °C 30~60 分钟→ (-20 °C30 分钟*) → -80 °C 16~18 小时(或隔夜) → 液氮槽vaporphase 长期储存。 冷冻保存方法二: 冷冻管置于已设定程序之可程序降温机中每分钟降1-3 °C **–80 °C 以下， 再放入液氮槽vapor phase长期储存。*-20 °C 不可超过1 小时， 以防止冰晶过大，造成细胞大量死亡，亦可跳过此步骤直接放入-80°C 冰箱中，惟存活率稍微降低一些。#p#分页标题#e#
升级篇-细胞培养4
16 细胞欲冷冻保存时， 细胞冷冻管内应有多少细胞浓度？ 冷冻管内细胞数目一般为1x10⁶ cells/ml vial， 融合瘤细胞则以5x10⁶ cells/ml vial 为宜。
17 应如何避免细胞污染？
 细胞污染的种类可分成细菌、酵母菌、霉菌、病毒和霉浆菌。主要的污染原因为无菌操作技术不当、操作室环境不佳、污染之血清和污染之细胞等。严格之无菌操作技术、清洁的环境、与品质良好之细胞来源和培养基配制是减低污染之**好方法。
18 如果细胞发生微生物污染时，应如何处理？ 加入相应抗生素。直接灭菌后丢弃之。
19 支原体(mycoplasma) 污染的细胞， 是否能以肉眼观察出异状？
不能。除极有经验之**外，大多数遭受支原体污染的细胞株，无法以其外观分辨之。
20 支原体污染会对细胞培养有何影响？ 支原体污染几乎可影响所有细胞之生长参数， 代谢及研究之任一数据。故进行实验前，必须确认细胞为mycoplasma-free，实验结果之数据方有意义。
21 侦测出细胞株有支原体污染时， 该如何处理？ 直接灭菌后丢弃，以避免污染其它细胞株。
22 CO₂ 培养箱之水盘如何保持清洁？ 定期(**少每两周一次) 以无菌蒸馏水或无菌去离子水更换之。
升级篇-细胞培养5
23 为何培养基保存于4 °C 冰箱中， 颜色会偏暗红色， 且pH值会越来越偏碱性？ 培养基保存于4 °C 冰箱中， 培养基内之CO₂ 会逐渐溢出，造成培养基越来越偏碱性。而培养基中之酸碱指示剂(通常为phenol red) 的颜色也会随碱性增加而更偏暗红。培养基偏碱之结果， 将造成细胞生长停滞或死亡。若培养基偏碱时， 可以通入无菌过滤之CO₂， 以调整pH 值。
24 各种细胞培养用的dish，flask是否均相同？ 不同厂牌的dish 或flask， 其所coating 的polymer 不同， 制造程序亦不同， 虽对大部分细胞没有太大之影响， 惟少数细胞则可能因使用厂牌不同之dish 或flask 而有显著之生长差异。
25 购买之细胞冷冻管经解冻后，为何会发生细胞数目太少之情形？ 研究人员在冷冻细胞之培养时出现细胞数目太少， 大都是因为离心过程操作上的失误， 造成细胞的物理性损伤， 以及细胞流失。建议细胞解冻后不要立刻离心， 应待细胞生长隔夜后再更换培养基即可。
26 购买之细胞死亡或细胞存活率不佳可能原因？ 研究人员在细胞培养时出现存活率不佳， 常见原因可归纳为：培养基使用错误或培养基品质不佳。血清使用错误或血清的品质不佳。解冻过程错误。冷冻细胞解冻后， 加以洗涤细胞和离心。悬浮细胞误认为死细胞。培养温度使用错误。细胞置于–80 °C 太久。
27 收到之冷冻管瓶身破裂，瓶盖有裂纹，或瓶盖脱落之原因？ 冷冻管瓶盖裂纹，或瓶身破裂，可能是因为操作者夹取冷冻管时用力不当，造成冷冻管裂损，建议使用止血钳小心夹取。另冷冻管瓶盖松动或松脱，乃因热胀冷缩之物理现象，冷冻管有可能因此而造成细胞污染，故冷冻管于放入和取出液氮桶时，均应立刻将冷冻管再一次扭紧
升级篇-细胞培养6
28 如何选用特殊细胞系培养基？ 培养某一类型细胞没有固定的培养条件。在MEM中培养的细胞，很可能在DMEM或M199中同样很容易生长。总之，**MEM做粘附细胞培养、RPMI-1640做悬浮细胞培养是一个好的开始，各种目的无血清培养**好**AIM V（12005）培养基（SFM）。
29 L-谷氨酰胺在细胞培养中重要吗？它在溶液中不稳定吗？ L-谷氨酰胺在细胞培养时是重要的。脱掉氨基后，L-谷氨酰胺可作为培养细胞的能量来源、参与蛋白质的合成和核酸代谢。L-谷氨酰胺在溶液中经过一段时间后会降解，但是确切的降解率一直没有**终定论。L-谷氨酰胺的降解导致氨的形成，而氨对于一些细胞具有毒性。
30 GlutaMAX-I是什么？培养细胞如何利用GlutaMAX-I？这个二肽有多稳定？ GlutaMAX-I 二肽是一个L-谷氨酰胺的衍生物，其不稳定的alpha-氨基用L-丙氨酸来保护。一种肽酶逐渐裂解二肽，释放L-谷氨酰胺供利用。 GlutaMAX-I二肽非常稳定，即使在121磅灭菌20分钟，GlutaMAX-I 二肽溶液有**小的降解，如果在相同条件下，L-谷氨酰胺几乎完全降解。
31 什么培养基中可以省去加酚红？ 酚红在培养基中被用来作为PH值的指示剂：中性时为红色，酸性时为黄色，碱性时为紫色。研究表明，酚红可以模拟固醇类激素的作用，（特别是雌激素）。为避免固醇类反应，培养细胞，尤其是哺乳类细胞时，用不加酚红的培养基。由于酚红干扰检测，一些研究人员在做流式细胞检测时，不使用加有酚红的培养基。
升级篇-细胞培养7
32 培养基中丙酮酸钠的作用是什么？ 丙酮酸钠可以作为细胞培养中的替代碳源，尽管细胞更倾向于以葡萄糖作为碳源，但是，如果没有葡萄糖的话，细胞也可以代谢丙酮酸钠。#p#分页标题#e#
33二价离子抑制胰蛋白酶活性吗？使用胰蛋白酶时加入EDTA的目的是什么？ 二价离子的确抑制胰蛋白酶活性。EDTA用来螯合游离的镁离子和钙离子，以便保持抑制胰蛋白酶的活性。建议胰蛋白酶处理细胞前，用EDTA清洗细胞，以消除来自培养基中所有的二价离子。
34目录上说，Hank‘s 平衡盐溶液(HBS)要在空气中使用，不需要CO₂培养箱。原因是什么？Hank’s 平衡盐溶液(HBS)和Earle‘s平衡盐溶液(EBS)有什么本质的功能差别？ HBS和 EBS 的主要差别在于碳酸氢钠的水平,在Eagles (2.2g/L)中比在Hanks (0.35g/L) 中高。碳酸氢钠需用高水平的CO₂平衡，以维持溶液的PH值。Eagles液在空气水平的CO₂中，溶液会变碱，Hanks液在CO₂培养箱中会变酸。如果希望在CO₂培养箱中保存组织，需要用Eagles液，。如果仅仅是清洗将要在细胞培养基中储存的组织，用Hanks液就可以了。
升级篇-细胞培养8
35  当在无血清培养基中添加抗生素时，降低**少在有血清培养基中所使用浓度的50%。血清蛋白会结合和灭活一些抗生素。在无血清培养条件下，抗生素不被灭活，可能对于细胞达到毒性水平。
36  一旦您在新鲜培养基中添加了血清和抗生素时，您应该在两到三周内使用它。因为一些抗生素和血清中的基本成分在解冻后就开始降解。
37  大部分添加物和试剂**多可以冻融3次，如果次数更多都会在包含蛋白的溶液引起一定水平的降解和沉淀，将会影响它的性能。
 38  在溶解的一周内使用贮存在4℃冰箱中的液体胰蛋白酶溶液。胰蛋白酶在4℃就可能开始降解，如果在室温下放置超过30分钟，就会变得不稳定。
细胞分离试剂（1）
大部分连续细胞系，强贴壁细胞系，许多早代细胞：
HBSS或无钙镁PBS
0.25％胰蛋白酶溶解在无钙镁平衡盐溶液中
细胞表面蛋白完整性重要的连续细胞系：
HBSS或无钙镁PBS
0.05％胰蛋白酶溶解在0.53mM EDTA
弱贴壁表皮细胞转化成纤维细胞（要求细胞表面完整性），原代细胞：
HBSS或无钙镁PBS
EDTA,甘油 溶解在柠檬酸钠中
强贴壁早代细胞系：
HBSS或无钙镁PBS
0.25％胰蛋白酶溶解在1mM EDTA，Dispase 0.6-2.4单位/ml 溶解在PBS
细胞分离试剂（2）
上皮细胞：
0.5mM -1mM EDTA
0.5mM -1mM EDTA，Dispase 0.6-2.4单位/ml 溶解在PBS
强贴壁细胞，上皮细胞，一些肿瘤细胞：
0.5mM -1mM EDTA
0.25％胰蛋白酶1mM EDTA，Dispase 0.6-2.4单位/ml 溶解在无钙镁PBS
厚培养物，多层富含胶原的密集培养：
1mM EDTA
0.25％胰蛋白酶，200单位/ml胶原酶，1mM EDTA溶解在无钙镁平衡盐溶液中
培养液pH 值变化太快：
CO₂ 张力不对。培养瓶盖拧得太紧。NaHCO₃ 缓冲系统缓冲力不足。培养液中盐浓度不正确。细菌、酵母或真菌污染。
（1）按培养液中NaHCO₃ 浓度增加或减少培养箱内CO₂ 浓度，2.0g/L 到3.7g/L 浓度NaHCO₃ 对应CO₂ 浓度为5％ 到10％。（2）改用不依赖CO₂ 培养液。
松开瓶盖1/4 圈。
加HEPES 缓冲液**10 到25mM 终浓度。
在CO₂ 培养环境中改用基于Earle′s 盐配制的培养液，在大气培养环境中培养改用Hanks 盐配制的培养液。
丢弃培养物或用抗生素除菌。
培养液出现沉淀，但pH值不变：
用洗涤剂清洗后残留磷酸盐将培养基成分沉淀下来。冰冻保存培养液。
用去离子水反复冲洗玻璃器皿，然后除菌。
将培养液加热到37℃，摇动使其溶解如沉淀仍然存在，丢弃培养液。
培养液出现沉淀， 同时pH 发生变化：
细菌或真菌污染
丢弃培养物。或用抗生素除菌。
培养细胞不贴壁：
胰蛋白酶消化过度。支原体污染。培养液中无贴壁因子。
缩短胰蛋白酶消化时间或降低胰蛋白酶浓度。
分离培养物，检测支原体。清洁支架和培养箱。如发现支原体污染，丢弃培养物。#p#分页标题#e#
悬浮细胞成簇：
培养液中含钙、镁离子。支原体污染。蛋白酶过度消化使得细胞裂解释放DNA。
用无钙镁平衡盐溶液洗涤细胞，轻轻吹吸细胞获得单细胞悬液。
分离培养物，检测支原体。如发现支原体污染，丢弃培养物。
用DNase I 处理细胞。
原代细胞培养物污染：
原代培养组织在进入培养前已污染
培养前用含高浓度抗生素的平衡盐溶液反复冲洗组织。
培养细胞死亡：
培养箱内无CO₂。培养箱内温度波动太大。细胞冻存或复苏过程中损伤。培养液渗透压不正确。培养液种有毒代谢产物堆积。
检测培养箱内CO₂
检查培养箱内温度
取新的保存细胞种
检测培养液渗透压。注意：大多数哺乳动物细胞能耐受渗透压为260 – 350 mOsm/kg。加入额外试剂如HEPES或药物都有可能影响培养液渗透压。
换入新鲜培养液
培养细胞生长减慢：
由于更换不同培养液或血清。培养液中一些细胞生长必需成分如谷氨酰胺或生长因子耗尽或缺乏或已被破坏。培养物中有少量细菌或真菌污染。试剂保存不当。
比较新培养液与原培养液成分，比较新血清与旧血清支持细胞生长实验。
增加起始培养细胞浓度。
让细胞逐渐适应新培养液。
换入新鲜配制培养液。
补加谷氨酰胺或生长因子。
用无抗生素培养液培养，如发现污染，丢弃培养物。或用抗生素除菌。
血清需保存在-5℃ 到-20℃。培养液需在2－8℃避光保存。含血清完全培养液在2-8℃保存，并在2 周内用完。
接种细胞起始浓度太低：
细胞已老化
支原体污染
增加接种细胞起始浓度。
换用新的保种细胞。
分离培养物，检测支原体。清洁支架和培养箱。如发现支原体污染，丢弃培养物。
血清 （1）
1. 保存血清**好的方法?
建议血清应保存在-5℃**-2O℃。然而，若存放于4℃时，请勿超过一个月。若您一次无法用完一瓶，建议您无菌分装血清**恰当的灭菌容器内，再放回冷冻。
2. 如何解冻血清才不会使产品质量受损?
建议您将血清从冷冻箱取出后，先置于2～8℃冰箱使之融解，然后在室温下使之全融。但必须注意的是，融解过程中必须规则地摇晃均匀。
3. 血清解冻后发现有絮状沉淀物出现，该如何处理?
血清中沉淀物的出现有许多种原因，但**普遍的原因是由于血清中脂蛋白的变性所造成，而血纤维蛋白(形成凝血的蛋白之一)在血清解冻后，也会存在于血清中，亦是造成沉淀物的主要原因之一。但这些絮状沉淀物，并不影响血清本身的质量。若欲去除这些絮状沉淀物，可以将血清分装**无菌离心管内，以400g稍微离心,上清液即可接着加入培养基内一起过滤。我们不建议您以过滤的方法去除这些絮状沉淀物，因为它可能会阻塞您的过滤膜。
4. 为什么要热灭活血清?
加热可以灭活补体系统。激活的补体参与溶解细胞事件，刺激平滑肌收缩，细胞和血小板释放组胺，激活淋巴细胞和巨噬细胞。在免疫学研究，培养ES细胞，昆虫细胞和平滑肌细胞时，推荐使用热灭活血清。
血清（2）
5. 有必要做热灭活吗?
实验显示，经过正确处理的热灭活血清，对大多数的细胞而言是不需要的。经此处理过的血清对细胞的生长只有微小的促进，或完全没有任何作用，甚**通常因为高温处理影响了血清的质量，而造成细胞生长速率的降低。而经过热处理的血清，沉淀物的形成会显著的增多，这些沉淀物在倒置显微镜下观察，像是“小黑点”，常常会让研究者误以为是血清遭受污染，而把血清放在37℃环境中，又会使此沉淀物更增多，使研究者误认为是微生物的分裂扩增。
6. 为什么储存在冰箱中的胎牛血清会出现沉淀?
GIBICO的胎牛血清 没有预老化，储存在2－8℃时，血清中的各种蛋白和脂蛋白（如冷凝集素、纤维蛋白原、玻粘连蛋白等）可能聚集而形成沉淀或可见的混浊。这应该不会影响血清的质量。推荐在－20℃储存胎牛血清，避免反复冻融。
7. 如何避免沉淀物的产生?
解冻血清时，请按照所建议的逐步解冻法(-20#p#分页标题#e#℃**4℃**室温)，若血清解冻时改变的温度太大(如-20℃**37℃)，实验显示非常容易产生沉淀物。
解冻血清时，请随时将之摇晃均匀，使温度及成分均一，减少沉淀的发生。
请勿将血清置于37℃太久。若在37℃放置太久，血清会变得混浊，同时血清中许多较不稳定的成分也会因此受到损害，而影响血清的质量。
血清的热灭活非常容易造成沉淀物的增多，若非必要，可以无须做此步骤。
若必须做血清的热灭活，请遵守56℃，30分钟的原则，并且随时摇晃均匀。温度过高，时间过久或摇晃不均匀，都会造成沉淀物的增多。
细胞培养中常见的污染情况总结如下:
常见的污染如下：
1、细菌：细菌在普通倒置显微镜下为黑色细沙状，根据感染细菌的不同，可有不同的外形，培养液一般会浑浊变黄，对细胞生长影响明显。
仔细检查一下器皿的灭菌情况，是否在高压灭菌时放气时间足够，压力足够！尤其是和储存培养液接触的移液管等物品，连续两次污染的话有可能造成储存液污染，一定要注意！下次使用前检查一下培养液是否存在浑浊的现象！
可在培养液中加相应的抗生素处理
2、霉菌：培养液是清亮的，倒置显微镜下无杂质，37度孵箱培养2-3天，仍清亮，但出现絮状杂质，镜下可见呈细丝状的团状漂浮物，可看到明显的菌丝，细胞仍可生长，但时间长之后，细胞的活力状态变差，用硫酸铜溶液擦拭CO₂孵箱内，再把水盘里也加上饱和量的硫酸铜。或者在培养箱的托盘加入饱和的消毒磷酸氢二钠高盐液体,可以防止霉菌污染。
CO₂孵箱被霉菌污染后，可把所有细胞暂时转移，采用过氧乙酸擦洗孵箱（包括隔板，箱壁）。并把过氧乙酸放置在孵箱内一个小时，使其蒸汽弥漫。待过氧乙酸的气味消散后，再移入细胞。孵箱应定期清洁（2月左右），尤其在多雨的季节。
其它培养箱清洗方法是：用84液擦洗－清水擦洗－75%酒精擦洗－紫外灯照。
预 防霉菌污染，可在培养基里加3u/ml的两性霉素或制霉菌素或放线菌素D或双抗；但细胞一旦污染，很难挽救，制霉菌素或放线菌素D或双抗都于事无补，建议 舍弃该污染细胞。，将环境彻底消毒，如果所有细胞都污染，可能是系统污染，检查一下培养基和器材，如果只是个别污染，可能是操作问题，就要注意操作
3、支原体：黑色的，好象多为多形，培养液一般培养液一般会浑浊，原体感染，G内血清很多都没有做支原体阴性检测，而支原体是牛血清中**常见的微生物之一。而且它不能用过滤的办法除去。支原体感染细胞以后，细胞病变不很明显，只是慢慢死去。
用泰乐菌素，兽用支原体病的药，但可用于细胞培养，无任何不良反应。Sigma公司的使用时用50ug/ml Tylosin培养液培养6天或连续传两代即可清除支原体污染。如果作为常用的抗生素的话, 建议用8ug/ml的浓度。
4、黑蛟虫：可以穿透滤膜，也可以通过空气传播，低倍下为黑色点状，高倍下可看见黑色的小虫游来游去，培养液也是不浑的，一般不会太影响，细胞还是可以用的。 常常是细胞生长状态良好，且观测到的运动物无明显增多，且培养液颜色、透明度无明显变化，可在同一批号的血清养的细胞中发现类似现象。对细胞生长状态不会 有明显影响，在细胞增殖旺盛之后会自然消失，除更换血清外无须特殊处理。建议如果细胞有可能是此种污染的话，可以增加细胞的种板密度，以提高细胞的生存率。
5、真菌：一般培养液清亮，不变色，镜下有丝状物，有些真菌开始很像死细胞碎片，只是它很多很多的小块很清楚，象珊瑚状，不象细胞碎 片分不清，慢慢的会长出很细的黑色丝状物。真菌生长的比较慢，不象细菌那么容易被发现，但是一旦发现有它的存在细胞就被污染了，也很难救活了。
6、原虫：培养液可轻微浑浊，显微镜下那些细小的点状物数量非常多，轻微活动，细胞虽然可以生长但繁殖速度却明显减慢，而且细胞状态不好，边缘不清楚，细胞不 透亮。他们与细胞可共生但会与细胞争夺营养。这种共生是非常普遍的，但他们的数量小，细胞站优势所以不会影响到细胞的正常生长，只有当他们到达一定的数量 时就会影响到细胞的生长，**终形成恶性循环。
污染的可能原因：可能原因很多比如配液消毒问题、操作问题、环境问题等等
关于培养基的无菌状况，取培养基**培养瓶中（不加细胞），37度试培养一段时间后观察。如果没有细菌生长 就是操作的问题。
也可以在培养基中事先加入双抗（硫酸链霉素和氨苄青霉素）。但双抗有时会影响细胞的状态，所以在做转染、检测细胞某项指标前一定要撤去双抗，以避免影响实验结果。
1、孵箱应定期用三氧机消毒 或者 紫外光照射，并用酒精和新洁尔灭试擦孵箱同时孵箱内的水应是三蒸水#p#分页标题#e#
2、超净台取材器材培养液培养瓶操作等因素
3、超净台的风机不能过大，风机到6-8格。否则也可能能致霉菌污染
4、无菌室经甲醛熏蒸消毒后，可用同等量的氨水喷洒中和，约几小时即可进入操作。
以上均源自上相关贴子,然后加以总结希望对大家有用!!
 
关于“黑胶虫”或“黑蛟虫”或“黑焦虫”的性质或本质，有谁能提供点资料么？比如生物学分类，生活习性，结构形态，高倍镜或电镜图片。另外，有英文相关文献么？**少名字有英文的么？有人研究这种“虫子”或“微生物”或“纳米级细菌”么？
 
我们实验室这段时间经常污染。在低倍镜下观察，是很多黑色的小点，在 高倍镜下，发现黑色小点在原地轻微的颤动，这是黑胶虫吗
 
我的细胞也怀疑是黑胶虫污染,但是否经空气传播?因为同一培养箱中有的细胞中,高倍镜下可见小黑点游动,有的就没有,且黑点会长成黑虫
 
关于黑胶虫：
根据平时的操作，我觉得“黑胶虫”有没有可能是以下操作细节方面的问题导致的呢？
1、有时候血清瓶或者培养瓶上用标记笔写的字没有擦掉就直接泡酸，字迹溶解后沉积在酸缸中浸泡的瓶子里冲洗不净。
2、过火的时候不小心碰到酒精灯的灯芯，粉尘飞进培养液内。
3、有的同学习惯将移液管塞棉花的一端在酒精灯上焚烧一下，灰烬飞进培养液内。
请教！
 
看贴后,我怀疑我的杂交瘤被霉菌污染了.
24孔板中央老是有絮状物,细胞没死,但生长不佳.将絮状物吸出后,第二天又有.并且将细胞裹在里面生长.请问这样的瘤细胞能不能上腹水.
 
我 培养基里都加了双抗，刚开始一瓶肿瘤细胞状态还好，但过了两三天培养基里会出现很多一团团的东西飘着，瓶底还是有贴壁的细胞，细胞培养基混浊，开始以为是 细胞长得太多，导致接触抑制死亡，但是倒掉培养基，用PBS洗干净，把瓶内贴壁的细胞用胰酶消化分装后，第二天还是出现这种情况。有时如果传代的细胞特别 少，每天给他换液，到了第三天左右，细胞数目不多，但也出现了上述的情况（很多碎片和团状物飘着），不知大家有没有遇到这种情况，帮忙分析分析。谢谢！ （我养的都是肿瘤细胞）
 
“黑胶虫”=子虚乌有
 
污染后，培养液味道变臭了是什么污染。
 
zhyy_ping :
培养液味道变臭了应该是厌养菌污染.
 
我 培养基里都加了双抗，刚开始一瓶肿瘤细胞状态还好，但过了两三天培养基里会出现很多一团团的东西飘着，瓶底还是有贴壁的细胞，细胞培养基混浊，开始以为是 细胞长得太多，导致接触抑制死亡，但是倒掉培养基，用PBS洗干净，把瓶内贴壁的细胞用胰酶消化分装后，第二天还是出现这种情况。有时如果传代的细胞特别 少，每天给他换液，到了第三天左右，细胞数目不多，但也出现了上述的情况（很多碎片和团状物飘着），不知大家有没有遇到这种情况，帮忙分析分析。我也有同 样问题，
 
malone2001 wrote:
我培 养基里都加了双抗，刚开始一瓶肿瘤细胞状态还好，但过了两三天培养基里会出现很多一团团的东西飘着，瓶底还是有贴壁的细胞，细胞培养基混浊，开始以为是细 胞长得太多，导致接触抑制死亡，但是倒掉培养基，用PBS洗干净，把瓶内贴壁的细胞用胰酶消化分装后，第二天还是出现这种情况。有时如果传代的细胞特别 少，每天给他换液，到了第三天左右，细胞数目不多，但也出现了上述的情况（很多碎片和团状物飘着），不知大家有没有遇到这种情况，帮忙分析分析。我也有同 样问题，
我现在也出现了类似的情况
有可能是支原体污染
 
曾经做单抗铺巨噬细胞，铺好发现细胞全是会动的，跑的还挺快！！仔细一看，全是滴虫。感情这只老鼠感染了滴虫！！！！我那个郁闷阿！
 
我的细胞污染探索
某 天打开孵箱，看到我的L1210的培养瓶培养液又是黄黄的，觉得很不错，今天又可以传代了，可是在镜下一看，细胞虽然明显增加了，但并没有象以前那样长 满，而且更让我心惊的是怎么出现了许多黑色的小点，杆状，而且好像在动来动去，翻转，旋转，在细胞很多的地方小点就少，而在细胞较少的地方小点就多，细胞 的活力也没有以前好了，**反应细菌污染，请实验室老师过来看，说不是细菌污染，这个点要比细菌的小黑点大的多，也好象不是霉菌，没有菌丝，没有常见的团 壮的生长，肯定不对劲，但到底是什么，说不上来。**后，决定换液、洗涤、离心，换瓶，操作结束后镜下看黑点几乎看不到了，有点放下心来。
隔天后去 看，培养液还和上面的一样，但镜下，那种东西又出来了，在细胞少的地方，几乎呈现出粗砂粒样，我欲哭无泪，知道可能不行了，郁闷的换液后，回家上网·搜， 一个名词跳了出来：黑胶虫。黑色、杆状、运动、细胞不会很快死亡，这些描述简直惊人的一致，我确定了，我受到了黑胶虫的袭击。但黑胶虫是什么，由于网上说 法不一，我决定探究一下。#p#分页标题#e#
 
这是我的探究过程：shou先，培养液略黄，稍有浑浊，镜下观察，细胞还没有死，但是已经不长了，那种东西已经是铺天盖地了，满眼望去，尽是粗砂粒样，细胞好像成了一个个汪洋中的小岛。
细 胞涂片，送到化验室，革兰氏染色，不久电话回报怀疑－－真菌。**反应不可能，亲自去了化验室，看到了片上一个个瓜子样的小点，染色呈黑色。看我还有些怀 疑，化验室的同事又作了滴片，镜下暗视野40倍可见一个个亮白色芝麻样的东西在游来游去，再次涂片染色仍和以前一样，并且可以见到芽孢样的形状，他们确定 无疑是真菌，但不是常见的念珠军、霉菌，具体是什么，也说不上来。由于已经盖棺定论，计划的HE染色、支原体没有进行。
已经将污染的细胞扔掉了。休整几天。